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RNase污染预防指南

时间：2014-12-10 阅读：6566

在开始RT-PCR定量检测之前，请阅读关于PCR的实验方案和操作建议。RNA的纯度和完整性是合成全长cDNA的关键。RNA的质量受RNase A的影响，RNase A是一般实验室环境中存在的非常稳定的污染物。因此，从事RNA研究时，需要时刻考虑到RNase污染的问题。所有Thermo Scientific应用于逆转录反应的产品(包括酶、缓冲液、水、核苷酸和寡核苷酸)经严格测试均不含RNase污染。为防止污染这些高质量的组分，实验室环境和所有自制溶液也必须无RNase污染。

避免RNase污染的常规操作建议：
• 用DEPC处理所有在cDNA合成中将要使用的试管和枪头，或使用经过认证的无RNase的实验室器具。
• 使用RNA工作的移液器。
• 操作RNA和所有试剂时需佩戴手套，因为皮肤是RNase的主要来源。经常更换手套。
• 使用鉴定合格的试剂，包括高质量的水(如DEPC-treated water)。
• 使用RNase抑制剂来稳定RNA，例如RiboLock RNase Inhibitor (#EO0381)。
• 进行cDNA合成前，要求对RNA的完整性进行鉴定。
• 例如，如果在总RNA的变性琼脂糖凝胶电泳中，人的18S rRNA(分子量约1.9kb)和28S rRNA(分子量约为5kb)都形成了非常窄的条带，则认为该样品中的mRNA是完整无缺的。

RT反应混合物的组分
模板RNA
标准方法分离的细胞总RNA，可与Thermo Scientific逆转录酶或*链cDNA合成试剂盒一起成功使用。纯化的RNA要求无盐、金属离子、乙醇和酚残留，以避免在逆转录反应期间
产生抑制作用。另外，RT-PCR的模板RNA必需无DNA污染，以避免PCR或qPCR出现假阳性结果。推荐使用DNase I，RNasefree(#EN0521)除去制备的RNA中痕量的DNA残留。设置RT-PCR对照反应，对照组中模板是未经逆转录的RNA。

从制备的RNA中除去基因组DNA：
1. 在RNase-free的试管中加入以下组分：

RNA	1-2 μg
10x reaction buffer with MgCl₂	1 μl
DNase I, RNase-free (#EN0521)	1-2 μl (1-2 U)
DEPC-treated Water	to 9 μl
Total volume	10 μl

2. 37℃孵育30分钟。
3. 加入1μl 50mM EDTA后，65℃孵育10分钟。无螯合剂存在时加热将促使RNA水解2。或者使用酚/氯仿抽提RNA。
4. 所制备的RNA可用作逆转录的模板。

备注：
• 每μg RNA，不要使用超过1U的DNase。
• 如果有大量RNA，可以将反应体系放大。
• 推荐的RNAzui终浓度为0.1-0.2 μg/μl。
• RiboLock RNase Inhibitor(#EO0381)也可以加入到反应体系中，抑制可能存在于起始RNA溶液中的RNase A。推荐使用浓度为1U/μl。

引物
oligo(dT)18、随机引物或基因特异性引物均可用于*链cDNA的合成。Oligo(dT)18引物从真核mRNA 3’-末端的Poly(A)尾开始合成cDNA。而随机引物，如六聚体引物，可以从所有类型RNA（rRNA和mRNA）开始进行cDNA合成。因此，使用随机引物合成的cDNA比使用Oligo(dT)18引物合成的cDNA更加复杂，可能降低接下来PCR反应的灵敏度和/或特异性。然而，随机引物可以优先应用于以下几种情况：使用无poly(A)尾的真核生物mRNA进行cDNA合成，或使用富含poly(A)的RNA模板进行cDNA合成，以及进行长片段mRNAs 5’-区域的RT-PCR。基因特异性引物为cDNA合成提供了zui高的特异性，引物由用户自己制备。

逆转录酶
所有的Thermo Scientific 逆转录酶均适用于全长*链cDNA合成，但逆转录酶在反应温度、可转录的RNA量、灵敏度和RNase H活性方面有所不同。每种酶推荐使用的反应条件请
参见《使用RNA作为起始材料：用于RT-PCR和RT-qPCR的Thermo Scientific解决方案 》

*链cDNA的合成
下面列出了使用RevertAid H Minus Reverse Transcriptase进行*链cDNA合成的实验方案。使用其它种类逆转录酶的相应反应条件，请参见第56页的逆转录酶选择表。Master Mix
为了准备多个平行实验并zui大程度减少加样误差和污染，先将除了RNA和引物之外的所有反应组分预先混合制备RT master mix。制备足量的master mix(足够用于所需反应并多配制一份以补偿加样误差)。将模板RNA加入到各个试管中，并置于冰上。将所制备的master mix等分加入含有RNA的试管中。各组分自冷藏取出后，融化混匀并短暂离心，冰浴放置。

1. 按以下顺序在无菌、nuclease-free的试管(冰浴放置)中加入以下组分：

模板 RNA	总 RNA 或 poly(A) RNA 或特异性 RNA	0.1 ng - 5 μg 10-500 ng 0.01 pg - 0.5 μg
引物	Oligo(dT)18 引物 (#SO131) 或随机六聚体引物 (#SO142) 或基因特异性引物	0.5 μg (100 pmol) 0.2 μg (100 pmol) 15-20 pmol
DEPC-treated Water (#R0601)		to 12.5 μl
总体积		12.5 μl

2. 任选：如果RNA模板GC含量高，或含有二级结构，则需要轻轻混匀，短暂离心，65℃孵育5分钟后在冰上急冷，短暂离心后冰浴放置。
3. 按顺序添加下述组分，或制备master mix：

5x 反应缓冲液	4 μl
RiboLock RNase Inhibitor (#EO0381)	0.5 μl (20 U)
dNTP Mix, 10 mM each (#R0191)	2 μl (1 mM终浓度)
RevertAid H Minus Reverse Transcriptase (#EP0451)	1 μl (200 U)
总体积	20 μl

4. 轻轻混匀并短暂离心。
5. 如果引物为 oligo(dT)18 或基因特异性引物，反应条件为42℃孵育60分钟。如果使用随机六聚体引物，则在25℃孵育10分钟后，再在42℃孵育60分钟。对于GC含量高的RNA的转
录实验，可将反应温度升高到45℃。
6. 反应液70℃加热5分钟以终止反应。

备注
• 逆转录产品可直接用于PCR中，或在-20℃下储存。
• 在50μl PCR反应体系中，使用2μl 逆转录反应混合物。

qPCR优化指南

优化参数	建议
qPCR 板	建议使用不透明的白色PCR板进行qPCR检测。这种白颜色实质上消除了孔与孔之间的串联干扰，并提高了荧光探测的效率，从而增加了定量检测的灵敏度以及孔与孔之间的一致性。
模板质量	qPCR检测中使用的核酸要求具有足够的纯度。模板污染(如基因组DNA、蛋白质、碳水化合物或有机溶剂)会对定量检测的可靠性和可重复性产生巨大影响。模板质量必须通过分光光度仪(如Thermo Scientific Nanodrop)、微流体或PAGE进行检测。
扩增子长度	扩增子长度理想情况下，扩增子长度应在100bp至150bp之间，以确保qPCR反应效率尽可能接近100%。好的qPCR效率可以促进定量检测的可重复性和灵敏度。对于特定试剂，遵守其使用说明中关于扩增子长度的要求。
SYBR Green法的引物设计	鉴于PCR引物是qPCR定量检测中成本相对较低的一种组分，对于每一种新的qPCR定量检测试剂，推荐订购和测试至少两对引物，增加建立可靠的、可重复的、灵敏的定量检测方法的机会。
测试引物	使用SYBR Green法对一系列梯度稀释的模板进行检测，以确认qPCR定量检测方法的重复性、特异性、灵敏度和动态范围。理想情况下，qPCR反应的效率应高于90%，低于105%，而定量检测的可重复性应高于r=0.998。
有效的RT	实验初始阶段应根据供应商说明书中的方法进行逆转录实验，但RT步骤的用时和温度可以进行相应优化以提高逆转录酶的效率。应在一系列RNA浓度范围上对逆转录酶进行测试，以确保定量检测的线性度。
热启动	qPCR方案包括在95℃加热的步骤，以确保热启动DNA聚合酶被*激活。必须遵守试剂的使用说明。加热步骤时间太短会影响定量检测的重复性和灵敏度。
循环方案	循环方案即便您曾经使用其他供应商的混合试剂对您的定量检测方法进行过优化，我们仍然建议使用Thermo Scientific qPCR master mix使用指南中推荐的热循环方案。如果需要进行定量检测方法优化，应该首先检查退火温度。
退火温度	测试一系列的退火温度。根据qPCR结果，应以2-3℃为单位升高或降低退火温度。此操作可通过设定thermal gradient在一个简单的实验中完成。也可以使用多个qPCR实验来测试一系列的退火温度。
引物浓度	一般使用在master mix中推荐的引物浓度来进行qPCR反应。如果需要优化，尝试以25mM为单位升高或降低引物浓度。